Pharmazeutische Transportstudien werden immer wichtiger um vielversprechende Arzneien zu überprüfen und bekannte Medikamente zu testen. Diese Studien verwenden adhärente Zellkulturen, die auf Membranen aufgewachsen wurden, um den Transport von pharmazeutischen Substanzen zwischen apikalem und basolateralem Kompartment zu messen. Eine der adhärenten Zellkulturen, die für diese Studien verwendet wird, ist die Caco-2 Ziellinie aus dem menschlichen Grimmdarm. Die ist wegen ihrer Fähigkeit zur funktionellen Differentiation ein anerkanntes Modell für den menschlichen Dünndarm [Press 08], [Weissenboeck 04]. Mit Hilfe von Caco-2 Zellkulturen kann die Aufnahme und Absorption von pharmazeutischen Substanzen im Dünndarm effizient überprüft werden. Caco-2 Zellkulturen teilen sich so lange bis sie eine dichte Monolage von ausdifferenzierten Epithelzellen bilden. Pharmazeutische Transportstudien benötigen eine konfluente und sehr dichte Epithelschicht. Um sowohl die Konfluenz als auch die Zelldichte zu überprüfen wird üblicherweise der Parameter ’TEER’ (transepithelial electrical resistance) verwendet. Der TEERWert gibt Auskunft über die transepitheliale spezifische Impedanz einer Zellschicht. TEER wird in Ohm cm2 während einer einzigen Impedanzmessung bei einer Messfrequenz von 12.5 Hz bestimmt. Da die Zellkultur für die Messung aus ihrer gewohnten Umgebung entfernt werden müssen ist diese Messung als invasiv zu betrachten. Um ein ungestörtes Wachstum zu ermöglichen wurde ein an die Wachstumsbedingungen angepasster Messaufbau entwickelt, mit dem das Konzept des transepithelialen Widerstandes bis zu Frequenzen von 100 kHz erweitert wurde, um die elektrischen Eigenschaften von Caco-2 Zellschichten genauer zu untersuchen. Die Caco-2 Epithelzellen erzeugen selbst kein elektrisches Signal. Im Gegensatz zu neuronalen Zelllinien können sie als elektrisch passive Zellen betrachtet werden. Trotzdem beeinflussen deren biologische Strukturen und Verhalten die Umgebung der Zellen im Hinblick auf elektrische Parameter. Diese Einflüsse können mit Hilfe von Imedanzmessungen erfasst werden [Coster 96]. Die Zellschicht selbst kann als eine passive elektrische Schaltung mit variablen Widerständen und Kapazitäten betrachtet werden. Um diese komplexen Schaltungen zu untersuchen wurde die Methode der Impedanzspektroskopie verwendet. Diese Methode ermöglicht es, Informationen über resistive, kapazitive, induktive und diffusive Charakteristika des untersuchten Systems zu bestimmen. Angewandt auf Caco-2 Zellkulturen erlaubt es diese Methode die elektrischen Eigenschaften dieser biologischen Zellen zu untersuchen. Basolaterale Aufzeichnung der Impedanzspektroskopie von Caco-2 Zellen wurde schon mit Hilfe von flachen Kammelektroden durchgeführt [Fischeneder 09]. Die hier präsentierte Arbeit hat eine transzelluläre Elektrodenkonfiguration mit einer Elektrode im apikalen Kompartment und einer Elektrode im basolateralen Kompartment zum Ziel. Die transzelluläre Elektrodenkonfiguration ist speziell dafür geeignet, die Konfluenz einer Zellschicht zu messen und deren ’tight junctions’ zu untersuchen. Das Ziel dieser Arbeit war es daher, die transepitheliale Impedanz von Caco-2 Monolagen unter Verwendung von mikrostrukturierten Elektroden zu überwachen. Ein angepasster Messaufbau um die Impedanz in Zweipunktkonfiguration zu messen wurde geplant und entwickelt. Zwei Sorten von Elektroden, apikale und basolaterale Elektroden, wurden hergestellt und analysiert. Ein Multiplexer wurde implemeniert um jede gewünschte Verbindungen zwischen den einzelnen verfügbaren Messelektroden herzustellen. Ein LCR-Meter wurde dazu verwendet ein Messsignal mit Frequenzen zwischen 50 Hz und 100 kHz zu senden und die resultierende Impedanz zu messen. Die speziellen Anforderungen einer nicht invasiven Beobachtung des transepithelialen Widerstandes der Caco-2 Zellen wurden evaluiert und im experimentellen Messaufbau umgesetzt. Der endgültige Messaufbau wurde sowohl in Hinblick auf Funktionalität als auch in Hinblick auf Reproduzierbarkeit der Messergebnisse getestet. Die Ergebnisse dieser Test zeigen die Eignung des Messaufbaus zur Messung der transepithelialen Impedanz. Die Biokompatibilität konnte für alle Materialien, die in Kontakt mit den Caco-2 Zellen stehen, bestätigt werden. Es konnten Impedanzspektra von acht Zellkulturen gleichzeitig während der gesamten Wachstumsperiode aller Kulturen gemessen werden. Es konnte gezeigt werden, dass die transepitheliale Impedanz einer Caco-2 Monolage während eines Zellzyklus um das zweibis achtfache anstieg. Signifikante Vorkommnisse während des Zellzyklus wie der Austausch des Nährmediums konnten charakteristischen Peaks im gemessenen Impedanz Spektrum zugeordnet werden. Die Ergebnisse dieser Arbeit helfen nicht nur dabei, den genauen Zeitpunkt der Konfluenz einer Zellschicht für pharmazeutische Studien zu bestimmen, sondern haben auch zu einem besseren Verständnis der elektrischen Eigenschaften der humanen Epithelzelllinie ’Caco-2’ geführt.

For the screening of new prospective drugs and testing the effectivity of known medicaments, pharmaceutical transport studies are increasingly important. These studies use epithelial cells grown on membranes to measure the transport of pharmaceutical agents from one compartment to another. One of the adherent cell lines used for these studies is the human colon cell line Caco-2. The Caco-2 cell line, due to its functional differentiation properties, is recognized as a model for the human small intestine as reported in [Press 08] and [Weissenboeck 04]. Uptake and absorption of pharmaceutical agents can be efficiently scanned by transport studies. The Caco-2 cell culture differentiates to form a dense monolayer. Pharmaceutical transport studies rely on the confluence and a high density of the epithelial monolayer. To test for the confluence as well as the cell density, the transepithelial electrical resistance (TEER) is a widely used parameter. The TEER value gives the transepithelial specific impedance of a cell layer, measured in Ohm cm2 at the frequency of 12.5 Hz retrieved during a singular measurement. The conventionally used measurement is invasive to the cell culture as the cell culture has to be removed from its growth environment. To avoid disturbance of the cells during measurement, an adapted measurement setup was designed and fabricated to monitor the cells impedance noninvasively. The concept of transepithelial resistance was extended to the range up to 100 kHz and to investigate the electrical properties of the Caco-2 cell layer in detail because Caco-2 cells are epithelial cells that do not generate electrical signals themselves. In contrast to neuronal cell lines, they have to be considered electrically passive cells. Nonetheless, their biological structure and behavior electrically influences the cell’s environment. These influences can be detected by impedance measurements [Coster 96]. The cell layer itself can be considered a passive electrical circuit with variable capacitors and resistors. Complex electrical circuits like the mentioned cell layers can be investigated through impedance spectroscopy. This method is capable of collecting information on the resistive, capacitive, inductive and diffusive characteristics of a tested system. When applied to adherent Caco-2 cell cultures, this method allows investigation of the electrical properties of these biological cells. Basolateral monitoring of the impedance of Caco-2 cells has been performed using interdigitated planar electrodes [Fischeneder 09], The presented work addressed a transwell configuration with one electrode in the apical compartment and one electrode in the basolateral compartment. The transwell configuration is an excellent method to measure the confluence of the cell layer and to evaluate the tight junctions. The aim of this work was to monitor the transepithelial electrical impedance of Caco-2 monolayers using microstructured electrode arrays. An adapted electrical setup for a two terminal configuration impedance measurement was designed and fabricated. Two types of electrodes, apical and basolateral electrodes were fabricated and analyzed. A multiplexer was implemented to establish any desired pairing of available measurement electrodes. An LCR- 7 meter imprinted a signal and measured the impedance in the range of 50 Hz to 100 kHz. Specific requirements of a non-invasive continuous monitoring of the Caco-2 cells’ transepithelial impedance spectroscopy were evaluated and implemented into the setup. The final setup was then tested for functionality as well as for accuracy. Results proved this suitable to measure the transepithelial impedance. Biocompatibility was confirmed for all materials in contact with the Caco-2 cells. Monitoring of the transepithelial impedance spectroscopy for eight wells simultaneously was performed during the complete growth period of a cell culture. The transepithelial impedance of a Caco-2 monolayer was found to be increased during growth period by factors ranging from two two eight. Significant events of the cells growth cycle such as exchange of nutrient medium could be correlated temporally to characteristic peaks of the measured transepithelial impedance. The results of this work do not only help in detecting the exact time of a cell layer’s confluence for pharmaceutical transport studies but have also lead to a better understanding of the electrical properties of the human epithelial cell line ’Caco-2’.